mNGS在中国首例鹦鹉热家庭暴发中的应用

人鹦鹉热衣原体感染是一种少见疾病，它通常是散发的，偶尔可能出现暴发^[1,2]。此前我国从未报告过鹦鹉热的家庭暴发病例。

在王导新教授团队报道的国内首例家庭暴发病例中，6人大家庭中3名成员在COVID-19疫情期间相继出现发热和乏力，伴有肺炎和肝功能异常，影像学显示肺实变（图1，2）。气管镜提示支气管黏膜充血水肿，腔内少许稀薄白色分泌物（图3）。
 

图1  72岁女性鹦鹉热肺炎（患者1）的CT

注：初始CT扫描（发病后4天）显示：右肺上叶（a，b）和左肺下叶（c，d）实变和支气管充气征

 

图2  40岁女性鹦鹉热肺炎（患者2）的CT

注：初始CT扫描（发病后5天）显示：右肺上叶（a，b）和右肺下叶（c，d）渗出、网状影和支气管充气征

图3  患者2（a，b，c）和患者3（d，e，f）的支气管镜图像

注：典型的支气管镜表现为气管充血和支气管黏膜水肿，段支气管腔内有少量稀薄的白色分泌物

入院后通过血清学、呼吸道病原核酸检测方法对常见社区获得性肺炎（CAP）病原体进行筛查，包括COVID-19、H1N1流感病毒、副流感病毒、嗜肺军团菌、肺炎衣原体、肺炎支原体均为阴性，血培养、痰培养无阳性发现。追问生活史，发现患者家中新买了2只宠物鹦鹉，且在患者入院前1周相继死亡。至此，诊断似乎指向了鹦鹉热。

鹦鹉热是由鹦鹉热衣原体引起的人畜共患传染病。当病原体从鸟类的分泌物、干粪便或羽毛上的灰尘中吸入时，就会传染给人类^[3]。鹦鹉热衣原体现有的检测方法包括：血清学、鹦鹉热衣原体分离培养和分子检测。培养具有高度特异性，通常用于确诊，但大多作为其他检查的补充，并且只能在高级别生物安全实验室才能进行。因此，鹦鹉热衣原体的培养并不能作为常规检查在大多数诊断实验室和医院进行。血清学检测则在大多数文献报道中使用^[4,5]，但在许多文章中出现了一些问题，如无法获得确诊病例所需的恢复期血清样本或第二份样本未能显示血清转换，这使得解释和结论很难^[6]。分子检测学方法在近20年来才开始使用。其中，PCR方法最常用^[7,8]。然而，在中国的大多数医院，包括许多三级医院，尚不能进行鹦鹉热衣原体的PCR检测。

近年来，另一种分子检测方法——宏基因组下一代测序（mNGS）进入了研究团队的视野。mNGS是一种新工具，它可以精确、快速地识别潜在的病原体，无论它们是细菌、病毒、真菌还是寄生。最近的研究强调，mNGS是最具前景的综合诊断感染，特别是重症监护病房（ICU）重症肺炎的方法。该方法能够客观、快速地检测越来越多的临床标本中的罕见病原微生物，无需特异性扩增，对于疑难病例的罕见病原微生物诊断具有优势^[9,10]。

本研究使用mNGS的方法在48 h内鉴定出病原体为鹦鹉热衣原体（图4，5），从而快速获得了病原学确诊。
 

图4  患者1、2、3的mNGS结果

注：^a患者1的血液标本中检测到3个特异鹦鹉热衣原体序列，基因组覆盖度为0.03%；b患者1的痰液标本中检测到379个特异鹦鹉热衣原体序列，基因组覆盖度为2.95%；c患者2的BALF样本中检测到2个特异的鹦鹉热衣原体序列，基因覆盖度为0.11%；d患者3的BALF样本中检测到779条特异的鹦鹉热衣原体序列，基因覆盖度为2.34%

图5  Chlamydia psittaci鹦鹉热衣原体

---

查阅相关文献，这是我国首次报道的鹦鹉热家庭暴发，也可能是世界上首次报道的采用mNGS方法鉴定的鹦鹉热暴发。

鹦鹉热衣原体属于衣原体科，四环素类、大环内酯类、喹诺酮类抗生素均可用于治疗；四环素，包括盐酸四环素和多西环素，常作为鹦鹉热的一线治疗药物^[11]。米诺环素作为第二代四环素类抗生素，最低抑菌浓度为0.03～0.06 mg/L，最低杀菌浓度为0.06～0.25 mg/L。由于疗效高、不良反应少，3例患者均采用米诺环素治疗^[12]。所有患者对米诺环素反应迅速。

采用米诺环素治疗后，患者在3 d内发热消失，咳嗽、乏力、纳差等一般情况逐渐好转。白细胞计数和中性粒细胞百分比降至正常。降钙素原和C反应蛋白明显下降，接近正常水平（表1）。治疗2～3周后胸部CT上的渗出性病灶均明显吸收（图6）。

表1  米诺环素治疗前后患者炎症指标变化情况

图6  米诺环素治疗前后患者胸部CT变化

在此提醒大家：在新冠病毒感染全球流行疫情下，家庭饲养鹦鹉、鸽子、鸟类等宠物，需要警惕鹦鹉热在家庭的聚集暴发，严重的可发展为重症肺炎，危及生命。使用mNGS可以提高诊断率，减少延迟，缩短疾病控制过程。

参考文献
[1]    Grayston J T, Kuo C C, Wang S, et al. A new Chlamydia psittaci strain, TWAR, isolated in acute respiratory tract infections[J]. N Engl J Med, 1986, 315(3):161-168.
[2]    Huminer D, Weisman Y, Samra Z, et al. Family outbreaks of Psittacosis in Israel[J]. Lancet, 1988, 2(8611):615-618.
[3]    Andrews B, Major R, Palmer S. Ornithosis in poultry workers[J]. Lancet, 1981, 1(8221):632-634.
[4]    Verminnen K, Duquenne B, Keukeleire D D, et al. Evaluation of a Chlamydophila psittaci infection diagnostic platform for zoonotic risk assessment[J]. J Clin Microbiol, 2008, 46(1):281-285.
[5]    Tuuminen T, Palomäki P, Paavonen J. The use of serologic tests for the diagnosis of chlamydial infections[J]. J Microbiol Methods, 2000, 42(3):265- 279.
[6]    Heddema E, Hannen E V V, Duim B, et al. An outbreak of psittacosis due to Chlamydophila psittaci genotype A in a veterinary teaching hospital[J]. J Med Microbiol, 2006, 55(Pt 11):1571-1575.
[7]    Williams J, Tallis G, Dalton C, et al. Community outbreak of psittacosis in a rural Australian town[J]. Lancet, 1998, 351(9117):1697-1699.
[8]    Telfer B, Moberley S A, Hort K, et al. Probable psittacosis outbreak linked to wild birds[J]. Emerg Infect Dis, 2005, 11(3):391-397.
[9]    Langelier C, Kalantar K L, Moazed F, et al. Integrating host response and unbiased microbe detection for lower respiratory tract infection diagnosis in critically ill adults[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2018, 115(52):E12353.
[10]    Wilson M, Sample H, Zorn K, et al. Clinical metagenomic sequencing for diagnosis of meningitis and encephalitis[J]. N Engl J MED, 2019, 380(24):2327-2340.
[11]    Kohlhoff S, Hammerschlag M. Treatment of chlamydial infections: 2014 update[J]. Expert Opin Pharmacother, 2015, 16(2):205-212.
[12]    Donati M, Fermepín M R, Olmo A, et al. Comparative in-vitro activity of moxifloxacin, minocycline and azithromycin against Chlamydia spp[J]. J Antimicrob Chemother, 1999, 43(6):825-827.